Hur observeras morfologin hos mikrobiella celler under ett mikroskop?
Mikroskop uppfanns för att se leende föremål som inte kan ses med blotta ögat. Mikroorganismer är mycket små, så de måste förstoras och observeras med hjälp av ett mikroskop. Dessutom finns det många typer av mikroorganismer, så i princip de flesta optiska mikroskop kan observera mikroorganismer. Nästa fråga är vilken typ av mikroskop som ska användas för observation och analys av vilken typ av mikroorganismer. Vanliga mikroskop som kan användas för att observera mikrobiell morfologi inkluderar biologiska mikroskop, faskontrastmikroskop, inverterade mikroskop, fluorescensmikroskop, konfokalmikroskop, etc.
Följande beskriver de olika mikroskop som används för att observera mikroorganismer:
1. Vanligt optiskt mikroskop använder naturligt ljus eller ljus som ljuskälla, och dess våglängd är cirka 0,4 μm. Mikroskopets upplösning är hälften av våglängden, det vill säga 0,2 μm, och den minsta bilden som är synlig för blotta ögat är 0,2 mm. Att använda en oljespegel (immersionsspegel) för att förstora 1000 gånger kan därför förstora 0,2 μm-partiklarna till 0,2 mm synliga för blotta ögat. Vanliga optiska mikroskop kan användas för observation av bakterier, aktinomyceter och svampar.
2. Mörkfältsmikroskopi används vanligtvis för att observera ofärgade mikrobiell morfologi och rörelse. Efter att mörkfältskondensorn har installerats i det vanliga mikroskopet kan ljuset inte tränga in direkt från mitten och synfältet är mörkt. När provet får snett ljus från kondensorns kant kan det spridas, så ljusa mikroorganismer som bakterier eller spiroketer kan observeras i den mörka fältbakgrunden.
3. Faskontrastmikroskop Faskontrastmikroskop använder ljuseffekten från fasskillnadsplattan för att ändra ljusfasen och amplituden för direkt ljus och omvandla skillnaden mellan ljusfas till skillnad i ljusintensitet. Under ett faskontrastmikroskop, när ljus passerar genom ett ofärgat prov, orsakas skillnaden i ljusfas av inkonsekvensen i densiteten hos olika delar av provet, och morfologin, inre strukturen och rörelsesättet hos mikroorganismer kan observeras.
4. Fluorescensmikroskop Fluorescensmikroskop är i princip detsamma som vanligt optiskt mikroskop, den största skillnaden är ljuskällan, filtret och kondensorn. För närvarande använder de flesta av dem epi-ljusanordningar, och högtryckskvicksilverlampor används vanligtvis som ljuskällor, som kan avge ultraviolett eller blåviolett ljus. Det finns två sorters filter: excitationsfilter och absorptionsfilter. Förutom generella ljusfältskondensatorer kan mörkfältskondensatorer också användas i fluorescensmikroskop som använder blått ljus för att förbättra kontrasten mellan fluorescens och bakgrund. Denna metod är tillämpbar för detektion eller identifiering av bakterier färgade med fluorescerande pigment eller kombinerade med fluorescerande antikroppar.
5. Elektronmikroskop använder elektronflöde som ljuskälla, och våglängden skiljer sig tiotusentals gånger från synligt ljus, vilket avsevärt förbättrar upplösningen. Den använder också en magnetisk spole som ett optiskt förstärkningssystem, och förstoringen kan nå tiotusentals eller hundratusentals gånger. Det används ofta för observation av viruspartiklar och bakteriell ultrastruktur.
Observation av ofärgade mikrobiella prover:
Ofärgade prover kan i allmänhet användas för att observera bakteriell morfologi, kraft och rörelse. Bakterier är färglösa och genomskinliga när de är ofärgade och observeras i mikroskop främst av skillnaden mellan bakteriernas brytningsindex och den omgivande miljön. Bakterier med flageller rör sig kraftigt, medan bakterier utan flageller visar oregelbundna Brownska rörelser. Livskraftiga bakterier som Treponema pallidum, Leptospira och Campylobacter har distinkta former och rörelsemönster, som är av diagnostisk betydelse. Vanliga metoder är tryckfallsmetod, hängande droppmetod och kapillärmetod.
1. Applicera vaselin runt det konkava hålet på det rena konkava glaset med hängande droppmetoden, använd en ympögla för att ta en ring av bakteriesuspension och placera den i mitten av täckglaset, rikta sedan in det konkava hålet på det konkava glaset med droppen i mitten av täckglaset och täck det, vänd det sedan snabbt, tryck lätt på täckglaset så att det fäster tätt mot vaselinet på kanten av det konkava hålet, och observera under ett högförstoringsmikroskop (eller mörkt fält).
2. Ta en ring av bakteriesuspension med en inokuleringsögla och placera den i mitten av en ren glasskiva med tryckfallsmetod och täck försiktigt över bakteriesuspensionen med ett täckglas, var noga med att undvika bubblor och översvämning av bakteriesuspensionen . Efter att ha stått stilla i några sekunder, observera under ett högeffektmikroskop i ljust fält (eller mörkt fält).
3. Kapillärmetoden används främst för undersökning av kinetiken hos anaeroba bakterier. Välj vanligtvis 60~70mm lång. Efter att ha sugit in den anaeroba bakteriesuspensionen genom en kapillär med en öppning på 0,5-1,0 mm, försegla de två ändarna av kapillären med en låga. Kapillären fixerades på glasskivan med plastpapper och observerades under en högeffektslins i mörkt fält.
Observation av färgade mikrobiella prover med mikroskop:
Efter att bakterieprovet har färgats, på grund av den skarpa kontrasten i färg mellan bakterierna och den omgivande miljön, bakteriernas morfologiska egenskaper (såsom storlek, form, arrangemang etc.) hos bakterierna och vissa speciella strukturer (t.ex. som kapslar, flageller, sporer etc.) kan tydligt observeras under ett vanligt optiskt mikroskop, och bakterierna kan klassificeras och identifieras enligt färgningsreaktiviteten.
(1) Allmänt förfarande för bakteriell färgning Det allmänna förfarandet för bakteriell färgning är: utstryk (torkning) – fixering – färgning.
1. Smörjberedning av blod, sekret, utsöndringar, punkteringsvätska och vätskekultur, och rikta tunnfilmsutstryk på objektglas; obduktion eller infekterade djurvävnader, smeta ut lesionen med en bomullspinne för provtagning. För att förbereda bakteriekolonier eller gräsmattor på fast medium, använd först en ympslinga för att ta en ring med normal saltlösning och placera den i mitten av glasskivan, använd sedan en steril ympslinga för att ta en liten mängd kultur och mala den jämnt i vanlig koksaltlösning, fördela den på en 1 cm2 belagd yta och låt den torka naturligt i rumstemperatur eller långsamt torka på avstånd.
2. Syftet med fixering är att döda bakterier, koagulera bakteriellt protein och struktur och underlätta färgning; främja bakterier att fästa vid objektglaset för att undvika att sköljas bort av vatten under tvättning; ändra permeabiliteten hos bakterier till färgämnen, vilket är fördelaktigt för färgning av bakteriella intracellulära strukturer. Det fixeras vanligtvis genom uppvärmning med en låga, och det torkade smeten passerar snabbt genom lågan i 3 gånger. Det är bättre att inte bränna huden på baksidan av handen när den rör vid bilden.
3. Färgning Enligt olika inspektionsändamål, välj olika färgningsmetoder för färgning. Vid färgning, tillsätt färglösningen droppvis för att öka täckningen.
4. Betning Alla substanser som kan förstärka affiniteten mellan färgämnet och det färgade föremålet, fixera färgämnet på det färgade föremålet och orsaka en förändring i cellmembranets permeabilitet kallas ett betsmedel. Vanligtvis används alun, garvsyra, metallsalter och jod, etc., och upphettning används också för att främja färgning. Betningsmedel kan användas mellan primärfärgning och motfärgning, och kan även användas efter fixering eller ingå i fixering och färgning.
5. Avfärgning Varje kemiskt medel som kan ta bort färgen på det färgade föremålet kallas avfärgningsmedel. Etanol, aceton, etc. används vanligtvis som avfärgningsmedel. Avfärgningsmedlet kan detektera graden av stabilitet hos kombinationen av bakterier och färgämnen, som kan användas för differentiell färgning.
6. Motfärgning Bakterier eller deras strukturer som har avfärgats motfärgas ofta med en motfärgningslösning för enkel observation. Färgen på motfärgningslösningen skiljer sig från den på den primära färgningslösningen för att bilda en skarp kontrast. Motfärgningen bör inte vara för stark för att inte täcka över färgen på den initiala färgningen.
